Метапневмовiруснi iнфекцiї птицi
Метапневмовiруснi iнфекцiї птицi
Рiнотрахеїт iндичок (РТІ) – висококонтагiозне захворювання, що характеризується ураженням верхнiх дихальних шляхiв. У качат i курей спалах захворювання супроводжується опуханням голови. Рiнотрахеїт птицi, який ранiше називався рiнотрахеїтом iндичок, у теперiшнiй час частiше називається пневмовiрусною iнфекцiєю птицi [1,2].
Пневмовiрусне захворювання птицi – загальна назва двох, схожих за клiнiчними ознаками, респiраторних синдромiв, якi спостерiгаються у рiзних видiв птицi: у iндичок -рiнотрахеїт (Turkey Rhino Tracheitis – TRT) це запалення носових ходiв, синусiв i трахеї; у курей i курчат - синдром опуклої голови (Swollen head syndrome - SH) [3].
респiраторними симптомами [4,5].
Розмiр вiрiонiв вiд 150 до 200 нм. Лiпопротєїдна оболонка товщиною 15-20 нм утворює характернi поверхневi виступи довжиною до 8 нм. Внутрiшнi компоненти вiрiона - нуклеокапсид (НК) – мiстить рiбонуклеїнову кислоту i бiлки в спiввiдношеннi 1:20, i має впорядковану структуру iз спiральним типом симетрiї. Довжина НК в середньому складає до 1 мкм, дiаметр - 12-17 нм, кiлькiсть виткiв - близько 204. До складу вiрiонiв входять шiсть структурних бiлкiв: нуклеокапсидний N (60Kd), фосфобiлок P (66-70Kd), матрiчний M (34-37Kd), бiлок злиття F (55-60Kd), гемаглютинiн H (78-80Kd) i великий бiлок L (120-200Kd) РНК- полiмерази. Крiм того, у вiрiонах був виявлений актин, що є продуктом життєдiяльностi господарської клiтини. Основним бiлковим компонентом нуклеокапсиду є фосфорiллiрований нуклеопротеїн N. Субодиницi капсиду, що є мономерами N-бiлка, покривають спiраль РНК пiд кутом 600
, це дає НК велику гнучкiсть. Ця якiсть забезпечує збереження цiлiсностi витягнутої спiралi НК, що знаходиться всерединi вiрусної оболонки. НК виконує деякi регуляторнi функцiї у вiруснiй транскрипцiї i реплiкацiї. Завдяки його здатностi бiлок N полегшує розтягання спiралi в процесi прочитування матрицi РНК-полiмерази. До складу вiрусної оболонки входять два глiкопротеїни: F (бiлок злиття) i H (гемаглютiнiн), що будує лiпiдну мембрану. Бiлок F вiдповiдає за злиття клiтин i гемолiз, а H - за гемадсорбцiю, гемаглютинацiю i нейтралiзацiю. При цьому їх зовнiшнi домени утворюють шипи на поверхнi оболонки (Н - конiчнi, такi, що складаються з двох однакових копiй бiлка, а F - гантелеобразнi з кiнцями рiзної величини, глiкозiлiрованими i негликозiлiрованими копiями бiлка, сполученими дисульфiдним мiстком) i є мiшенню для iмунного захисту, а внутрiшнi взаємодiють з матричним бiлком М. Склад лiпiдiв вiрусної оболонки бiльшою мiрою залежить вiд середовища на якому культивувався вiрус [6,7].
Вiрус уперше був видiлений у Пiвденнiй Африцi. У 1996 роцi хвороба iндичок спалахнула в Колорадо, i пневмовiрус згодом був iзольований у нацiональнiй ветеринарнiй лабораторiї в Алесi. На початку 1997 року в штатi Мiннесота в iндичок серологiчно встановлено наявнiсть вiрусу [8].
випробовуючи методи ELISA i нейтралiзацiї [8, 9]. На вiдмiну вiд пiдтипу B, у сполучених штатах Америки (США), штат Колорадо, був найдений новий пiдтип C – який типований при експерементальному зараженнi птицi. Дослiдження МПВ (пiдтип C) показали, що вiн має 83% iдентичнiсть нуклеотида i також викликає респiраторнi захворювання та зменшення яєчної продуктивностi у птицi [9,10]. Ретроспективний молекулярний аналiз вiрусiв, iзольованих у 1980 роцi вiд iндичок i який вiднесли до пiдтипу D [11].
Вiрус стiйкий до низьких температур. У замороженому станi його активнiсть зберiгається до 2-х рокiв. Інфекцiйнiсть, гемаглютинуюча активнiсть та iмуногеннiсть вiрусу руйнуються при t 56°С впродовж 5 хв. або за 6 годин. Вiрус стiйкий у дiапазонi рН вiд 2 до 10 i швидко руйнується при дiї ультразвука. Розчини формалiну (1-2%), гидроксиду натрiю (1-2%), мильного крезолу (1%) i фенолу (3-4%) швидко iнактивують вiрус. Стабiльнiсть вiрусу залежить вiд середовища, в якому вiн знаходиться. Денне свiтло знижує iнфекцiйнiсть вiрусу за 4 години. Гемаглютинуюча активнiсть (ГА) зберiгається при тривалiшiй iнактивацiї, нiж iнфекцiйнiй. Встановлено, що вiсцеротропнi велогеннi штами являються термочутливими, тодi як лентогеннi - термостабiльними. Вiрулентнiсть штамiв прямо не пов'язана з термостабiльнiстю ГА [12].
Джерелом iнфекцiї є хвора птиця. Зараження вiдбувається при контактi хворої птицi iз здоровою, а також через iнфiковану воду i корми. Хвора птиця через 2 доби пiсля зараження i за добу до появи клiнiчних ознак захворювання видiляє вiрус з повiтрям пiд час кашлю.
Розповсюдження вiрусу на великi вiдстанi пов'язане з перевезенням птицi, тушок вимушено забитої птицi, забрудненої тари, яєць iз неблагополучного господарства [13].
В органiзмi вiрус розмножується в клiтинах респiраторної системи, руйнує клiтини кровоносних судин, порушує їх порознiсть i викликає запально-некротичнi процеси. Через 24 – 36 годин вiрус локалiзується в трахеї, легенях, та зумовлює важкi некрозо-дистрофiчнi процеси.
У перiод вираженої клiнiчної картини хвороби збудник видiляється в зовнiшнє середовище з фекалiями, трахеальним слизом. Птиця, що перехворiла, може бути вiрусоносiєм [14].
При легкiй формi рiнотрахеїту птиця пригнiчена, спостерiгається розлад функцiї органiв дихання, тремор, опiстотонус. Із дзьоба витiкає спочатку катаральний, потiм гнiйний ексудат. Доросла птиця витягує шию вперед, робить позiхальнi рухи, а курчата збираються докупи i тривалий час сидять. Така клiнiчна картина характерна для бройлерiв до 20-добового вiку. Надалi у курчат помiтнi зволоження очей i набряк iнфраорбiтальних синусiв, ринiт. У цей час виражена рiзниця у вгодованостi хворих i здорових курчат [15].
З вiком прогресує розвиток симптомiв захворювання: кон'юнктивiт, сльозотеча, запалення шкiри навколо очей, видiлення з носових ходiв, а пiзнiше пiннi видiлення з очей. Такi симптоми характернi для бройлерiв 32 добового вiку. Саме з цього вiку спостерiгається рiзке збiльшення загибелi хворої птицi. У цей вiковий перiод у курчат разом iз респiраторним синдромом реєструють дiарею, при цьому фекалiї набувають зеленувато-коричневого кольору. У таких випадках захворювання затягується на декiлька тижнiв i ускладнюється бактерiальними iнфекцiями [16].
Через гнiйний кон'юнктивiт, запалення пiдочних синусiв, очна щiлина у бройлерiв рiзко звужена (“вузькоока птиця”). Як наслiдок прояву набряку i запалення сполучної тканини голови розвивається синдром “опуклої голови”. Крiм того, у хворої птицi вiдзначають нервовi явища, що виражаються хиткою ходою. Tака клiнiчна картина характерна для 39-41-добової птицi. Через сепсис, що зумовлюється кишковою паличкою вiдбувається загибель птицi. З розвитком епiзоотичного процесу змiнюється вiкова сприйнятливiсть курчат до пневмовiрусної iнфекцiї. Якщо на початку розповсюдження iнфекцiї клiнiчнi ознаки у хворої птицi виявляються з 30-добового вiку, то в подальшому вони можуть виявлятися вже з 14-ї доби життя [17].
у птицi, що перехворiли). Практичне значення мають лабораторнi дослiдження - видiлення вiрусу на курячих ембрiонах (КЕ), а також виявлення антитiл (АТ) у сироватцi кровi птицi. Вiрус вдається видiлити тiльки в перiод спалаху хвороби. Через 15 дiб пiсля захворювання iзолювати його звичайними методами не вдається. Тому патологiчний матерiал необхiдно брати на початку захворювання (у першi 3 доби) i направляти в лабораторiю в термосi з льодом. Це дозволяє виявити антиген вiрусу впродовж вiд 3 до 5 годин. [16].
Видiлення вiрусу у культурi клiтин здiйснюють рiдко, оскiльки культуральний вiрус за гемаглютинуючою активнiстю поступається ембрiональному. Для видiлення i iдентифiкацiї вiрусу застосовувують культуру фiбробластiв КЕ, а також лiнiї клiтин ВНК-21 i Нер-2 [17].
Серологiчнi дослiдження дозволяють швидше поставити дiагноз, визначити ступiнь розповсюдження вiрусу. Але серологiчнi данi не дозволяють судити про резистентнiсть дослiджуваної популяцiї, оскiльки не завжди рiвень АТ корелює з резистентнiстю. Серодiагностика заснована на виявленнi АТ у хворої та перехворiлої птицi, за допомогою РН, РДП, РЗГА та iн. [18].
Термiн утворення АТ i їх рiвень у сироватцi кровi i жовтку яєць при МПВІ залежать вiд вiрулентностi вiрусу i вiку птицi. В основному АТ накопичуються з 10 на 36 добу хвороби i зберiгаються в сироватках кровi до 483-х дiб, досягаючи найвищого рiвня впродовж 6 тижнiв. Для постановки реакцiї нейтралiзацiї необхiднi еталоннi, адаптованi до КЕ штами вiрусу. Найчастiше використовують шт. BUT 1 # 8544: > = 3,0 log10 50
Реакцiя дифузної преципiтацiї (РДП) особливо цiнна для швидкої дiагностики гострих випадкiв хвороби, оскiльки АТ можна виявити на 7-му добу з початку хвороби (оптимальний час 15 дiб). Проте за допомогою РДП антитiл виявляють лише у 10-15% випадкiв. У разi виявлення великого вiдсотка преципiтуючих сироваток, стадо птицi вважають неблагополучним з МПВІ[20].
Чисельнi данi зарубiжних дослiдникiв вказують, що чутливим серологiчним методом являється ELISA, хоча для виявлення МПВІ використовували iншi методи ( реакцiю нейтралiзацiї, iммунофлюрисценцiї i iммунодифузiї). На даний час розроблено багато тестiв дiагностики ELISA – це доведено в дослiдженнях сироватки кровi iндикiв i курчат. У зв'язку з цим були проведенi дослiдження щодо чутливостi з виявлення МПВІ [21]. На думку зарубiжних науковцiв найчутливiшим тестом є блукуючi комплекти ELISA, де використовується моноклональне антитiло. Цей тест має широкий спектр чутливостi для всiх пiдтипiв МПВ, i може використовуватися для дослiдження сироватки кровi всiх рiзновидностей птицi. Цим тестом можна дослiдити сироватку кровi на наявнiсть антитiл як у вакцинованої так i нещепленої птицi. У курчат серологiчна вiдповiдь щодо МПВІ слабша порiвняно до iндичок [22,23].
Перевагу за для iндикацiї МПВ надають генетичним методам. ПЛР - це чутлива та специфiчна реакцiя, яка дозволяє виявляти МПВ безпосередньо у зразках тканин. Вiрусна РНК амплiфiкується та iдентифiкується у ПЛР з використанням праймерiв до консервативної дiлянки нуклеокапсидного гену [24, 25,26].
У тестi ПЛР - специфiчному до конкретного пiдтипу, використовуються специфiчнi праймери для iдентифiкацiї таких пiдтипiв МПВ як А,В,С i D.
амплiфiкацiї гiперварiабельної дiлянки МПВ, що дозволяє вiдокремлювати референтнi штами вiд iнших пiдтипiв або варiантiв МПВ [27] . Метод ПЛР використовують для виявлення F, М, N i G генiв МПВ, але iз-за молекулярної рiзнорiдностi важко встановити до якого типу вiдноситься МПВ. Послiдовнiсть нуклеотиду i аналiз фiлогенезу гена G була анологiчна до пiдтипiв А, B, C i D [27].
Дослiдження рiзновидiв пiдтипу успiшно використовуються для постановки дiагнозу [27,28]. Проте, iснує обмеження специфiчних для пiдтипу дослiджень, коли проводиться дiагностична перевiрка на респiраторнi захворювання. Рiзноманiтнi методи ПЛР були вивченi i оцiненi при дослiдженнi змивiв птицi [29,30]. Носовi змиви необхiдно вiдбирати не пiзнiше третьої доби вiд початку захворювання. ПЛР проводиться за температури 42°C впродовж 50 хвилин, а завершується за температури 70°C впродовж 15 хв. до iнактивацiїферменту [31,32].
Прямий автоматизований цикл секвенування продуктiв ПЛР дозволяє швидко iдентифiкувати польовi штами вiрусу, включаючи новi, ранiше не дослiджуванi пiдтипи, а також швидко виявити РНК вiрусу в алантоїснiй рiдинi iнфiкованих КЕ.
Фiлогенетичний аналiз, заснований на секвенуваннi амiнокислот, показав, що польовий iзолят вiдноситься до нової фiлогенетичної гiлки, через те, що має нуклеотиднi вставки у гiперварiабельнiй дiлянцi гену [33].
Специфiчного лiкування МПВІ не розроблено, але хворобу можна успiшно профiлактувати, проводячи регулярну дезiнфекцiю примiщень, створюючи задовiльнi умови утримання i - звичайно ж, вакцинацiю. Птиця, що перехворiла, резистентна до зараження гомологiчним штамом вiрусу впродовж 5-6 мiсяцiв. Для профiлактики iнфекцiї в птахогосподарствах України застосовуються як iнактивованнi, так i живi вакцини з атенуйованих штамiв. Введення вiрус - вакцин здiйснюється - випоюванням або спреєм. У резистентностi птицi важливу роль вiдiграє мiсцевий тканинний iмунiтет респiраторного тракту. Курчата, вакцинованi аерозольно живим вiрусом, резистентнi, навiть якщо в сироватцi кровi немає специфiчних антитiл. Встановлена пряма залежнiсть мiж стiйкiстю птицi до зараження вiрулентним вiрусом i наявнiстю гiстопатологiчних змiн у гарднерових залозах пiсля вакцинацiї.
iмунiтет, але i розширити антигенний спектр захисту вiд МПВІ.
нижче перехресна стiйкiсть. При загрозi МПВІ необхiдно використовувати вакцини з рiзними варiантами вiрусу.
Програма iмунопрофiлактики повинна включати при першiй граунд - iммунiзацiїкурчат високо - атенуйованi штами вiрусу i сильнiшi iмуногеннi для подальших щеплень. Вибiр конкретного штаму повинен залежати вiд циркуляцiї його в регiонi [34].
В той же час, застосування в стадi комбiнованої програми iмунiзацiї iз застосуванням рiзних вакцин, забезпечує широкий спектр захисту респiраторного тракту проти гетерологiчних пiдтипiв.
Деякi дослiдники вважають, що вакцинацiя проти МПВІ буде ефективною за наявностi материнських антитiл, iншi ж доводять, що iмунiзувати курчат необхiдно тодi, коли материнський iмунiтет вже вiдсутнiй [35].
> = 3,0 log10
ТЦІД50,
BUT 1 # 8544: > = 2,5 log10
ТЦІД50
добре зарекомендували себе в промисловому птахiвництвi. Також застосовують фiрми Пулвак TRT серотипу А (штаму CloneK), що культивується у клiтинах VERO. Інактивованi вакцини, до складу яких входить МПВ, ХН, ІБ i ССЯ використовуються пiсля введення живої вакцини. Звичайно використання iнактивованої вакцини необхiдно через 4–6 тижнiв пiсля останнього введення живої вакцини. Вакцини вводять у груднi мязи в дозi вiд 0,3 до 0,5 мл. залежно вiд виду вакцини. [36].
У Європi i Великобританiї зараз вiдомий варiант, що вiдноситься до пiдтипу D, протиякого ще не розроблено вакцин [37].
Ефективнiсть вакцинацiї залежить вiд iмуногенностi вакцинного штаму, наявностi пасивного iмунiтету, вiку курчат, дози i методу введення вакцини, дотримання термiнiв мiж щепленнями, технiки вакцинацiї та iн. Тому схему i метод вакцинацiї повиннi розроблятися для кожного господарства, виходячи з їх епiзоотичної ситуацiї. При проведеннi профiлактичної вакцинацiї необхiдно дотримуватися створення 100%-ного напруженого iмунiтету у птицi всiх вiкових груп. Цього можна досягти в тому випадку, якщо в господарствi добре органiзована система контролю поствакцинального iмунiтету. Ефективнiсть вакцинацiї проти МПВІ можна оцiнювати двома способами: бiопробою i визначенням титру антитiл в сироватцi кровi методом ІФА. Для цього через 12-15 днiв пiсля вакцинацiї беруть кров вiд 25 курчат з 5-6 точок кожного пташника. Напруженiсть iмунiтету перевiряють також за декiлька днiв перед наступною вакцинацiєю. У загрозливих i неблагополучних господарствах напруженiсть iмунiтету у дорослої птицi перевiряють через кожнi 60 днiв. Вакцинацiю вважають ефективною, якщо у 80% дослiджувальних зразкiв сироватки кровi знаходять високi титри антитiл, а меншi служать показником необхiдної ревакцинацiї птицi [36].
Висновки
МПВІ поширена по всьому свiту. Виходячи з лiтературних даних, вiн на сьогоднi актуальнiший в промисловому птахiвництвi, чим ІЛТ, респiраторний мiкоплазмоз, сальмонельоз, хвороба Марека.
МПВ може розмножуватися в тканинах дихальних шляхiв, кишковому трактi i яйцеводi. Звичайнi штами вiрусу незалежно, вiд тропностi, легко ушкоджують дихальнi шляхи курей i викликають характернi ураження трахеї. Найчастiше птиця видужує, якщо за респiраторною фазою не слiдує ускладнення бактерiйною iнфекцiєю.
Аналiз сироваткових антитiл використовується для контролю дiї вакцини i польової iнфекцiї. Серологiчнi дослiдження зазвичай виконуються за допомогою тестiв РН, РТГА або ІФА.
Для запобiгання втратам вiд МПВІ необхiдна вакцинацiя як живими, так i iнактивованими вакцинами. Живi вакцини використовують для бройлерiв i первинної iмунiзацiї племiнних курей i промислових несучок. Інактивованi масляно-емульсiйнi вакцини застосовують на початку яйцекладки.
Список
лiтератури
1. Naylor. C. J. Turkey rhinotracheitis virus: a review [Text] / C. J. Naylor, R. C. Jones // Veterinary Bulletin. – 1993. -Vol.. 63. -P. 439-449.
2. Avian pneumovirus infection of laying hens: experimental studies [Text] / J. K. A Cook. [et al] // Avian Pathology. – 2000. - Vol. 29. - P. 545-556.
3. Buys S. B. Swollen head syndrome in chickens: a preliminary report on the isolation of a possible aetiological agent [Text] / S. B. Buys, J. H. Du Preez, H. J. Els // Journal of the South African Veterinary Association. – 1989. - Vol. 60 P. 221-222.
5. Pringle. C. R. Virus taxonomy [ Text] /C. R. Pringle //. Archives of Virology. – 1998. Vol 143. - P. 1449-1459.
6. Pringle C. R Demonstration of a candidate virus for turkey rhinotracheitis in experimentally inoculated turkeys [Text] / C. R. Pringle// Veterinary Record.– 1986. Vol. 119. - P. 599-600.
7. Immunogold labelling of turkey rhinotracheitis virus [Text] / C. J. O'Loan [et al] // Zentralhlatt fur Veter-inarmedizin Peine B - 1992 Vol 39. - P. 459-466.
8. Antigenic differentiation of avian pneumovirus isolates using polyclonal antisera and mouse monoclonal antibodies [Text] / M. S. Collins [et al] // Avion Pathology. – 1993.. – Vol 22. - P. 469-479.
9. Antigenic differentiation of strains of turkey 541 rhinotracheitis virus using monoclonal antibodies [Text] / J. K. Cook [et al] // Avian Pathol – 1993 Vol 22 P. 257–273.
10. Isolation of a pneumovirus 629 from a Muscovy duck [Text] / D. Togvin [ et al] // Vet. Rec – 1999. -Vol. 145. - P. 680.
12. Juhasz. K. Extensive sequence variation in the attachment (G) protein gene of avian pneumovirus; evidence for two distinct subgroups [Тext] / K. Juhasz, A. J. Easton // Journal of General Virology.– 1994. - Vol. 75. - P. 2873-2880.
13. Antigenic differentiation of avian pneumovirus isolates using polyclonal antisera and mouse monoclonal antibodies [Text] / M. S. Collins [et al] // Avion Pathology. – 1993. - Vol. 22. - P. 469-479.
2000. - Vol 81. - P. 1723-2733.
16. Лазуткина Е. А. Клинические признаки, патологоанатомические и гистоморфологические изменения при синдроме опухшей головы у цыплят-бройлеров [Текст] / Е. А. Лазуткина, Б. Ф. Бессарабов // Материалы III международного ветеринарного конгресса по птицеводству. – М.: НПП «АВИВАК». - 2007. – С. 111-116.
17. Лазуткина Е. Особенности проявления синдрома опухшей головы у цыплят-бройлеров [Текст] / Е. А. Лазуткина, Б. Ф. Бессарабов, И. И. Мельникова// Био. - 2007. - № 6 (81). – С. 31-34.
18. Droual R Swollen Head Syndrome Associated With E. Coli and Infectious BronchitisVirus in the Central Valley of California [Text] / R. Droual , P. R. Woolcock // Avian Pathology. – 1994. - Vol. 23 (4). - P. 733-742.
[ et al] // Avian Pathol.–2004. – Vol. 33(3). – P. 303-306
20. Eterradossi N Evaluation of Different Turkey Rhinotracheitis VirusesUsed As Antigens for Serological Testing Following Live Vaccination and Challenge. [Text] / N. Eterradossi, D. Toquin [et al] // Zentralbl Veterinarmed B. 42 № 3 1995 P. 175-186.
21. Gould PS Coupled Translation of the Second Open Reading Frame of M2 Mrna Is SequenceDependent and Differs Significantly Within the Subfamily Pneumovirinae. [Text] / P. S. Gould, A. J. Easton // Journal Of Virology. – Vol. 811 (16)/ - P/ 8488-8496
(4). - P. 397-399.
23. . Govindarajan D Recovery of Avian Metapneumovirus Subgroup C From Cdna: Cross-Recognition of Avian and Human Metapneumovirus Support Proteins [Text] / D. Govindarajan, U. J Buchholz, SK. J Samal // Virol. – 2006 –Vol. 80 (12). - P. 5790-5797.
24. Sequence Analysis of the Large Polymerase (L) Protein of the Us Strain ofAvian Metapneumovirus Indicates a Close Resemblance to That of the Human Metapneumovirus [Text] / D. Govindarajan, S. K. Samal // Virus Res. – 2004/ - 105 (1). - P. 66.
25. Govindarajan D. Complete Sequence of the G Glycoprotein Gene of AvianMetapneumovirus Subgroup C and Identification of a Divergent Domain in the Predicted Protein [Text] / D. Govindarajan , A. S. Yunus, S. K. Samal // J Gen Virol. – 2004. Vol. 85. - P. 3671-3675.
26. Avian Metapneumovirus Excretion in Vaccinated andNon-Vaccinated Specified Pathogen Free Laying Chickens [Text] / M. Hess [ et al] // Avian Pathology. – 2004. – Vol. 33 (1). - Р. 35-40.
27. Evaluation of different turkey rhinotracheitis viruses used as antigens for serological testing following live vaccination and challenge [Text] / N. Eterradossi [et al] // J. Vet Med. – 1995. - P. 42-44
28. Mcfarlane Toms I. P. A comparison of three commercially available ELISA tests 588 for detecting antibodies to turkey rhinotracheitis virus (TRTV). Proceedings of the International Symposium589 on Infectious Bronchitis and Pneumovirus infections in Poultry [Text] / I. P. Mcfarlane Toms, R. J. H. Jackson // Rauischholzhausen. Vol. 15. – 1998. - P. 26–37.
29. A modified enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of avian 527 pneumovirus antibodies [Text] / S. Cyiang [et al] // J. Vet. Diagn – 2000. - Vol. 12. - P. 381–384.
30. Giraud Р Utilisation de la mйthode ELISA pour 550 le sйrodiagnostic de l’infection par le virus de la rhinotrachйite infectieuse chez la dinde la poule et la pintade. [Text] / P. Giraud [et al] // Bull. Lab. Vet. – 1987. - P. 27–28
32. Coor J. K. Detection and differentiation of avian pneumoviruses 535 (metapneumoviruses) [Text] / J. K. Coor, D. Cavanag // Avian Pathol. – 2002. Vol. 31. - P. 117–132.
33. Sabara M. I. Evaluation of a Japanese quail fibrosarcoma cell line (QT-35) for use in the 610 propagation and detection of metapneumovirus [Text] / M. I. Sabara, J. E. Larence // J. Virol. Methods – 2002/ - Vol/ 102. - P. 73–81
34. Stuart I. C. Rhinotracheitis turkey rhinotracheitis (TRT) in Great Britain. Recent Advances in Turkey 625 Science [Text] / J. C. Stuart // Poultry Science Symposium – 1989. - P. 217–224.
35. Nucleotide Sequence of the Matrix ProteinGene of a Subgroup B Avian Pneumovirus [Text] / Jaspal S. Randhawa [et al] // Virus Genes. – 1996. Vol. 12 (2). - P. 179-183.
36. www.intervet.ru
37. Van De Zande S Duration of cross-protection between644 subtypes A and B avian pneumovirus in turkeys [Text] / S. Van De Zande [et al] // Vet. Rec. – 2000. Vol. 147. - P. 132–134.
| 
